Aspects de la signalisation cellulaire Droit d'auteur © par Charlotte de Araujo est sous licence License Creative Commons Attribution - Pas d’utilisation commerciale 4.0 International, sauf indication contraire.
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Cette ressource fait le survol de la signalisation cellulaire et expose le lectorat au langage des voies cellulaires. Le style mixte enquête-solution a été choisi puisqu’il permet de diviser les voies de signalisation biochimiques en modules plus faciles à gérer et d’offrir un contenu accessible.
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Les protéines subissent plusieurs modifications post-traductionnelles qui en augmentent les fonctions et en modifient l’interactome. La phosphorylation est l’un des mécanismes de régulation les plus courants et les plus critiques pour les protéines. Cette unité vise à donner un aperçu des principaux groupes d’enzymes intervenant dans la phosphorylation et la déphosphorylation des protéines.
À la fin de ce chapitre, vous pourrez :
Les kinases sont un terme générique désignant les enzymes qui interviennent dans le transfert d’un groupement phosphate d’une molécule (substrat) à une autre. Dans les eucaryotes, les protéines kinases conventionnelles introduisent des groupements phosphate sur trois principaux acides aminés : la sérine (S), la thréonine (Thr) ou la tyrosine (Tyr).
i. Tyrosine kinases
ii. Sérine/thréonine kinases
Le nom de la kinase correspond aux acides aminés spécifiques qui sont phosphorylés. Il existe également des kinases à double spécificité qui phosphorylent les résidus de S, Thr et Tyr. En principe, la phosphorylation des protéines sérine et thréonine est associée à d’importants changements dans la conformation des protéines, tandis que la phosphorylation des protéines tyrosine est associée à la modification de la localisation cellulaire d’une protéine. Le génome humain compte environ 518 protéines identifiées comme kinases (Manning et coll., 2002).
a. Hydroxyle (OH)
b. Thiol (SH)
c. Oxyde de diéthyle (-O-)
d. Alcène (C=C)
Lorsque l’on compare les structures de S, Thr et Tyr, on remarque que tous ces acides aminés possèdent un groupe hydroxyle dans leur groupe de chaîne latérale (figure 1.1). Un groupement phosphate chargé négativement peut être conjugué à ces acides aminés, produisant respectivement la phosphosérine, la phosphothréonine ou la phosphotyrosine.
a. Elle augmente l’activité catalytique de la protéine.
b. Elle diminue l’activité catalytique de la protéine.
c. Cela dépend du scénario.
La phosphorylation d’une protéine (ajout d’un groupement phosphate) peut augmenter ou diminuer l’activité catalytique d’une protéine selon les changements structurels qui en résultent et qui ont une incidence sur la conformation de la protéine (figure 1.2). Le groupement phosphate introduit une charge négative divalente sur le site de la protéine (distincte de tout acide aminé naturellement présent) qui peut modifier radicalement les propriétés physico-chimiques de la protéine.
Par exemple, la phosphorylation d’une protéine de type canal ionique chlorure appelée CFTR (régulateur de la perméabilité transmembranaire de la fibrose kystique) se produit sur une boucle spécifique (appelée région R) de la protéine, qui bloque normalement le flux d’ions chlorure à travers le canal (figure 1.3). La perturbation électrostatique résultant de la phosphorylation de la boucle lui permet d’interagir avec d’autres régions de la protéine, ce qui l’empêche de bloquer stériquement l’accès aux pores.
De plus, un sous-ensemble de protéines est également sujet à la phosphorylation sur plusieurs sites, où il existe des grappes de S ou de Thr pouvant être phosphorylées. L’augmentation des niveaux de phosphorylation peut entraîner un effet plus prononcé. Par exemple, la région R du CFTR contient au moins dix sites de phosphorylation, et une phosphorylation progressive augmente l’activité de régulation.
En biologie, il existe plusieurs catégories se terminant par « ome ». Le suffixe « ome » désigne généralement un sous-ensemble de biomolécules provenant d’une cellule ou d’un organisme. Il peut s’agir de sous-ensembles définis de façon plus large, comme le génome (sous-ensemble de gènes au sein d’une cellule) ou le protéome (sous-ensemble de protéines au sein d’une cellule). Il existe également des termes plus spécialisés, comme le « kinome », qui englobe toutes les kinases d’un organisme. Le kinome humain est souvent représenté sous la forme d’un « arbre du kinome », qui est une représentation visuelle phylogénétique des relations évolutives entre les 518 kinases différentes (Manning et coll., 2002).
La sérine, la thréonine et la tyrosine sont des résidus couramment présents dans les protéines. Toutefois, ces résidus ne sont pas tous marqués par un groupement phosphate sous l’action d’une kinase. Les kinases reconnaissent une séquence spécifique contenant la S, Thr et Tyr, appelée « séquence consensus ». Cette séquence peptidique fournit un motif de reconnaissance permettant la liaison de la kinase, ce qui permet des interactions spécifiques avec le site actif de la kinase afin d’insérer les résidus de S, Thr et Tyr appropriés dans la pochette. Par exemple, la séquence de reconnaissance de la protéine kinase dépendante (PKA) de l’AMPc est R-R/K-x-S-ϕ (où X est un acide aminé quelconque et ϕ un résidu hydrophobe) (Kemp et coll., 1977).
a. Les enzymes qui catalysent l’hydrolyse des groupes phosphoryles sur les substrats de protéine.
b. Les enzymes qui catalysent l’ajout de groupes phosphoryles sur les substrats de protéine.
c. Les enzymes qui catalysent la formation de liaisons disulfures.
L’un des avantages de la phosphorylation en tant qu’événement post-traductionnel d’une protéine est que le groupement phosphate peut être éliminé de manière réversible par des étapes de déphosphorylation (figure 1.2). Cela crée un mécanisme de régulation transitoire, en agissant efficacement comme une séquence activatrice pour activer ou désactiver une protéine. Les protéines phosphatases sont des enzymes qui éliminent les groupements phosphate présents sur les acides aminés S, Thr ou Tyr, ce qui entraîne un retour à la chaîne latérale d’origine de la protéine avec un groupe hydroxyle (-OH). Un groupe d’orthophosphate (Pi) est ensuite libéré.
Comme pour les kinases, il existe deux classes communes de phosphatases qui participent aux voies de signalisation cellulaires :
i. Protéines S/Thr phosphatases
ii. Protéines Tyr phosphatases
Les protéines tyrosine phosphatases sont des enzymes qui catalysent l’élimination des groupements phosphate des résidus Tyr présents dans les substrats de protéine. Les protéines tyrosine phosphatases peuvent être classées en deux catégories : les protéines de type récepteur et les protéines non transmembranaires. Les protéines tyrosine phosphatases de type récepteur seront abordées dans le module sur les récepteurs couplés aux enzymes. Il existe environ 226 protéines phosphatases (Liu et Chance, 2014).
Le domaine d’homologie avec Src-2 (SH2) contenant la protéine tyrosine phosphatase 2 ou SHP2 est un exemple de membre d’une protéine phosphatase non transmembranaire, exprimée dans plusieurs tissus. La SHP2 est un exemple particulier de phosphatase cytosolique, composée de différents domaines de protéines, dont deux domaines SH2 en tandem et un domaine de phosphatase catalytique (Qu, 2000). La SHP2 agit en déphosphorylant plusieurs protéines, ce qui a généralement un rôle négatif dans le blocage des voies de signalisation.
En l’absence d’une protéine cible, le domaine de phosphatase interagit avec la région N-terminale du domaine SH2 de la SHP2. Cette interaction maintient la protéine dans une conformation fermée et empêche l’accès des substrats au site de la phosphatase. Par conséquent, la SHP2 est incapable d’effectuer des réactions d’hydrolyse du phosphate.
En présence d’une cible (p. ex., une protéine contenant de la tyrosine phosphorylée), la cible phosphorylée liera le domaine SH2 de la SHP2. Cet événement de liaison déclenche un changement conformationnel, modifiant les interactions entre le domaine SH2 et le domaine catalytique. Le site actif devient plus accessible, ce qui permet la liaison de la protéine au domaine catalytique de la phosphatase et l’élimination ultime du groupement phosphate de la protéine cible. Les produits sont libérés pour réinitialiser le cycle catalytique.
Au sein du groupe des protéines tyrosine phosphatases, il existe une autre sous-famille, appelée « phosphatases à double spécificité », qui sont des phosphatases hydrolysant les groupements phosphate, principalement à partir des résidus de Tyr. Cependant, ils possèdent également une activité phosphatase des protéines S et Thr.
Harwood, K. H., McQuade, R. M., Jarnicki, A., et Schneider-Futschik, E. K. (2021). Anti-Inflammatory Influences of Cystic Fibrosis Transmembrane Conductance Regulator Drugs on Lung Inflammation in Cystic Fibrosis. International Journal of Molecular Sciences, 22(14). https://doi.org/10.3390/ijms22147606
Kemp, B. E., Graves, D. J., Benjamini, E., et Krebs, E. G. (1977). Role of multiple basic residues in determining the substrate specificity of cyclic AMP-dependent protein kinase. The Journal of Biological Chemistry, 252(14), 4888-4894. https://www.jbc.org/article/S0021-9258(17)40137-2/pdf
Liu, Y., et Chance, M. R. (2014). Integrating phosphoproteomics in systems biology. Computational and Structural Biotechnology Journal, 10(17), 90-97. https://doi.org/10.1016%2Fj.csbj.2014.07.003
Manning, G., Whyte, D. B., Martinez, R., Hunter, T., et Sudarsanam, S. (2002). The Protein Kinase Complement of the Human Genome. Science, 298(5600), 1912-1934. https://doi.org/10.1126/science.1075762
Qu, C. K. (2000). The SHP—2 tyrosine phosphatase:Signaling mechanisms and biological functions. Cell Research, 10(4), 279-288. https://doi.org/10.1038/sj.cr.7290055
Seok, S.-H. (2021). Structural Insights into Protein Regulation by Phosphorylation and Substrate Recognition of Protein Kinases/Phosphatases. Life, 11(9). https://doi.org/10.3390/life11090957
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Les processus biochimiques fondamentaux dans le corps reposent sur des cascades de signalisation enzymatique élaborées et très complexes. Ces voies de signalisation peuvent employer des récepteurs situés à la surface cellulaire (p. ex., récepteurs couplés à des enzymes, récepteurs couplés aux protéines G) ou récepteurs nucléaires. Cette unité examinera les propriétés structurelles et fonctionnelles de divers récepteurs couplés à des enzymes.
Le terme récepteurs couplés à des enzymes peut être considéré comme réunissant deux composantes discrètes : les récepteurs et les enzymes. Ces protéines sont des récepteurs qui ont aussi une activité enzymatique – la capacité de catalyser une réaction. Les récepteurs sont des protéines transmembranaires qui interagissent avec un signal ou un ligand. Cette interaction se produit du côté extracellulaire de la cellule et entraîne un changement conformationnel de la protéine menant à une activité enzymatique du côté intracellulaire de la cellule. De cette façon, les récepteurs couplés à des enzymes activent les processus de signalisation cellulaire.
Il existe six grandes catégories de récepteurs couplés à des enzymes (Alberts, 2002).
I. Récepteur tyrosine kinase (RTK)
II. Récepteur associé à la tyrosine kinase
III. Récepteur sérine-thréonine kinase
IV. Récepteur associé à l’histidine kinase
V. Récepteur guanylyl cyclase
VI. Tyrosine phosphatase de type récepteur
À la fin de ce chapitre, vous pourrez :
Il existe 58 RTK connus dans le génome humain et ils réagissent à différents signaux extracellulaires (Robinson et coll., 2000). Cependant, tous les RTK possèdent des domaines structurels communs : un domaine de liaison extracellulaire du ligand, une hélice transmembranaire, une région juxtamembranaire et un domaine de la tyrosine kinase (TK).
Les RTK sont des protéines intégrales qui traversent la membrane cellulaire (par le biais du domaine transmembranaire, qui consiste en une seule hélice). La région N-terminale du récepteur est située dans la région extracellulaire, tandis que la partie C-terminale est située dans le cytoplasme.
La région N-terminale du RTK contient le site de liaison extracellulaire du ligand, c’est-à-dire l’emplacement où un signal externe interagira avec la protéine. Cette région extracellulaire varie grandement entre les différents RTK et peut inclure des régions riches en cystéine, des segments riches en leucine ou des motifs semblables à l’immunoglobuline. Cela permet de maintenir la diversité pour la reconnaissance de différents signaux biochimiques externes (Lemmon et Schlessinger, 2010).
La région C-terminale existe à l’intérieur de la cellule (le cytosol) et comprend le domaine de la tyrosine kinase et la région juxtamembranaire conservés. Ce domaine kinase exécute l’activité de phosphorylation du RTK, tandis que la région juxtamembranaire est très souple et importante pour les rôles de régulation, ce qui entraîne souvent une auto-inhibition à la suite de contacts avec le domaine kinase.
a. Sérine
b. Thréonine
c. Tyrosine
d. a et b
Les RTK phosphorylent les résidus de tyrosine sur les substrats de la protéine.
a. α
b. β
c. γ
d. α et β
e. β et γ
Pour construire le nucléotide, l’ATP, trois composants essentiels sont nécessaires : le ribose à cinq atomes de carbone, une base azotée (adénine) et trois groupements phosphate étiquetés, α, β et γ (figure 2.1). Le phosphate α est placé le plus près du groupe de sucre, tandis que le phosphate γ est le plus éloigné. Les RTK transfèrent un groupement phosphate de l’ATP, ajoutant un groupement phosphate à la tyrosine sur les substrats de la protéine. Le groupement phosphate γ est transféré à l’étape de phosphorylation vers un substrat de protéine. Il s’agit d’une réaction très exergonique.
À l’« état inactif », les RTK existent généralement sous la forme d’une seule protéine appelée monomère. Toutefois, la forme « active » nécessite que deux protéines RTK se trouvent à proximité, ce que l’on appelle un dimère (figure 2.2). Il y a toutefois des exceptions. Par exemple, le récepteur de l’insuline (IR) existe également comme dimère sous la forme inactive (figure 2.3) en raison d’un pont disulfure à liaison cystéine entre les espèces monomériques.
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Les RCPG sont un groupe de récepteurs qui jouent un rôle physiologique important dans les processus biologiques, répondant à des signaux comme les composés aromatiques, les neurotransmetteurs, les hormones et même la lumière. Ces stimuli sont relayés en réponse à l’intérieur de la cellule. Contrairement aux RTK, les RCPG activent les protéines G (protéines de liaison aux nucléotides de guanine), qui forment également la base de leur nom. Ce module portera sur les aspects structurels et fonctionnels des RCPG.
À la fin de ce chapitre, vous pourrez :
Les RCPG sont des protéines intégrales (semblables aux récepteurs couplés à des enzymes ou aux RTK) qui sont intégrées à la membrane cellulaire. La structure classique des RCPG se compose de sept hélices α transmembranaires (numérotées de H1 à H7) (figure 3.1). Les parties hélicoïdes sont reliées par des boucles extracellulaires ou intracellulaires. Les ligands peuvent coopérer avec un RCPG en se liant à la partie extracellulaire (située près de l’extrémité N-terminale). L’extrémité C-terminale (partie carboxyle), qui est située dans le cytosol, contient également une hélice α (H8) supplémentaire. Il importe de noter que les RCPG sont également associés à un domaine de liaison des protéines G dans la région cytosolique.
a. Des traitements à l’aide de lipides et de détergents (p. ex., dodécylsulfate de sodium [DSS]).
b. Une incubation avec une solution à faible concentration en sel (p. ex., chlorure de sodium).
c. Une augmentation du pH du tampon alcalin.
Étant donné que les RCPG contiennent plusieurs hélices transmembranaires, ils ont besoin d’un environnement hydrophobe pour préserver leur intégrité structurelle. En raison de la nature des protéines (étroitement associées à la membrane), le traitement à l’aide de détergents ou de bicelles lipidiques peut permettre d’isoler les RCPG (Weis et Kobilka, 2018). Les détergents contenant des régions hydrophobiques peuvent interagir avec la membrane et les hélices transmembranaires. Cette interaction permet d’éliminer le RCPG de la membrane tout en en maintenant la structure globale en la capturant dans une particule contenant des lipides.
a. Radiocristallographie
b. Microscopie par fluorescence
c. Analyse calorimétrique différentielle
La radiocristallographie est une technique biophysique courante qui révèle la structure protéique avec une résolution de niveau atomique. Cette technique utilise un faisceau concentré de rayons X dirigé vers un « cristal » de protéine. Les rayons X sont diffractés lorsqu’ils traversent le cristal et produisent un diagramme de diffraction précis (ou une ombre). Ce diagramme de diffraction peut être déconvolué mathématiquement dans le but de déterminer la position des différents atomes dans le cristal, qui fournit la structure tridimensionnelle de la protéine.
Une protéine se « cristallise » lorsque l’eau est retirée de l’échantillon de protéine d’une manière bien précise. Expérimentalement, ce procédé peut s’avérer extrêmement difficile, mais il s’agit d’une technique puissante qui fournit des images haute résolution des atomes de la protéine. Chaque protéine produit un cristal unique qui dépend de sa structure tridimensionnelle.
Il existe un nombre diversifié de ligands qui peuvent activer les RCPG, notamment des peptides, des nucléotides et des photons bien précis. Toutefois, les RCPG possèdent également une activité endogène, bien qu’elle se produise à un niveau inférieur à celui d’un ligand. Les ligands qui favorisent l’activité des RCPG au-dessus de l’état basal sont appelés agonistes (Weis et Kobilka, 2018). Certains ligands peuvent se lier à un RCPG et bloquer la réponse; c’est alors qu’on les appelle antagonistes.
Le protéome humain contient plus de 900 RCPG et chacun d’eux a un ligand différent (Gaitonde et González-Maeso, 2017). De plus, les RCPG constituent des cibles pour environ 30 % de tous les médicaments offerts sur le marché (Hauser et coll., 2017). Entre autres exemples précis de ligands endogènes du RCPG, on compte l’adrénaline, la noradrénaline, l’histamine, le glucagon, la calcitonine, l’oxytocine et la neurokinine.
Les ligands tels que les peptides se lient à proximité de l’extrémité amino-terminale ou des boucles extracellulaires. Inversement, les petits ligands se lient dans la région transmembranaire des heptahélices (Calebiro et coll., 2021).
Les protéines G sont des protéines de liaison aux nucléotides de guanine qui agissent comme protéines de signalisation intermédiaires entre les RCPG et les seconds messagers. Ces protéines peuvent se lier à la fois à la GTP et au GDP, ce qui détermine si elles sont actives (liées à la GTP) ou inactives (liées au GDP).
Les protéines G peuvent se diviser en deux catégories : i) petites protéines G monomériques et ii) grosses protéines G hétérotrimériques. Les grosses protéines G hétérotrimériques se composent de trois sous-unités protéiques différentes : α (Gα), β (Gβ) et γ (Gγ). Les sous-unités α et γ sont reliées à la membrane par des ancres lipidiques (qui sont de longues queues hydrophobes qui interagissent avec la membrane). Les trois sous-unités existent dans un complexe trimère, y compris une molécule GDP liée à la sous-unité Gα. Lors de l’activation du RCPG (liaison du ligand), le GDP est remplacé par une GTP. Cet échange entraîne la dissociation de la sous-unité Gα des sous-unités Gβ et Gγ. Les sous-unités α et βγ peuvent s’associer à des protéines supplémentaires pour faciliter la transduction de signal.
Les RCPG peuvent également s’associer aux petites protéines G. Ces protéines ressemblent davantage aux sous-unités Gα des protéines G hétérotrimériques et ont également la capacité de se lier à la GTP et au GDP. Les petites protéines G sont généralement reconnues comme des GTPases RAS.
a. La sous-unité Gα pourrait se lier au GMP·PNP, mais elle ne produirait pas d’hydrolyse. Par conséquent, la sous-unité Gα demeurerait à l’état actif.
b. La sous-unité Gα serait en mesure de se lier au GMP·PNP et finalement de se convertir en GMP. Par conséquent, la sous-unité Gα passerait à l’état inactif.
La sous-unité α de la protéine G hétérotrimérique possède un site de liaison du nucléotide guanine. Par conséquent, la sous-unité α peut se lier au GMP·PNP surtout si la concentration est plus élevée que celle de la GTP (Maegley et coll., 1996) (figure 3.2).
Normalement, lorsque le complexe αβγ est lié au GDP, il en résulte un état inactif. Ensemble, les sous-unités βγ stabilisent la sous-unité α à l’état inactif. Lorsque le complexe αβγ est lié à la GTP, il en résulte un état actif, menant finalement à la dissociation de la sous-unité Gα.
a. Gα
b. Gβ
c. Gγ
La sous-unité Gα fonctionne comme une séquence activatrice possédant un domaine GTPase.
a. RCPG
b. Gα
c. Gβ
d. Gγ
Un GEF représente un facteur d’échange des nucléotides guanyliques qui permet le remplacement du GDP par la GTP pour favoriser l’activation du RCPG. Pendant que le RCPG signale la voie, un ligand se lie au récepteur à la surface extracellulaire. Cette action déclenche un changement conformationnel qui se propage à travers les hélices transmembranaires et entraîne l’activité du GEF du côté intracellulaire du RCPG. Par conséquent, le RCPG activé permet de remplacer le GDP par la GTP à la sous-unité Gα, ce qui entraîne l’activation de cette dernière.
En période de stress, le corps peut réagir en libérant des hormones telles que l’adrénaline (aussi appelée épinéphrine), ce qui permet de venir à bout d’une réponse appropriée aux signaux externes comme la réaction d’attaque-fuite.
Le signal hormonal (adrénaline) se lie à l’adrénorécepteur, ce qui entraîne un changement conformationnel (figure 3.3). Le récepteur s’associe et se lie à la protéine G située dans l’espace cytoplasmique. La sous-unité Gα (illustrée en orange) est associée au GDP, la liaison au RCPG actif déclenche l’activité du GEF et le GDP est remplacé par la GTP. La liaison à la GTP entraîne la dissociation des sous-unités Gα et Gβγ (illustrées en jaune et en vert). La sous-unité Gα dissociée (liée à la GTP) interagit avec un effecteur, comme une kinase, pour stimuler un effet en aval. Dans cette voie, l’effecteur est l’enzyme, l’adénylcyclase (AC), une protéine transmembranaire illustrée en bleu.
L’adénylcyclase catalyse la conversion de l’ATP en AMPc, qui est une puissante molécule de signalisation, appelée second messager (figure 3.3). À mesure qu’augmentent les niveaux du second messager dans le cytoplasme, l’AMPc interagit avec un certain nombre de protéines, dont la protéine kinase A (PKA). Le nucléotide AMPc active la PKA, qui phosphoryle par la suite un certain nombre de protéines cibles, entraînant l’activation de plusieurs protéines participant au métabolisme du glucose et des lipides et fournissant ainsi plus d’énergie au corps.
L’enzyme adénylcyclase, ou adénylate cyclase, est analogue à la guanylyl cyclase. Il catalyse la conversion de l’ATP en version cyclisée (AMP cyclique – AMPc). Une molécule de pyrophosphate est également libérée (figure 3.3).
Le signal extracellulaire est un exemple de premier messager, tandis que les seconds messagers font généralement partie des événements de signalisation en aval. Par exemple, le ligand qui se lie à un RCPG (comme l’adrénaline) est classé comme premier messager. Le premier messager ne traverse généralement pas la membrane cellulaire. Une fois que le premier messager se lie à une cible (comme un RCPG), le signal est transmis à une autre molécule. Dans le cas de l’adrénaline et de l’adrénorécepteur, l’AMPc qui est produite constitue un exemple de second messager. Outre les petites molécules diffusibles, les ions sont un autre exemple courant de seconds messagers. Le processus de conversion d’un signal à un autre est appelé transduction de signal. Ce processus facilite les réponses à différents stimuli. Il importe de noter que le premier messager peut déclencher la production ou la libération de plusieurs molécules de second messager, ce qui amplifie considérablement le signal.
Le mécanisme de régulation servant à l’activation de la PKA fait appel aux molécules AMPc. Structurellement parlant, la PKA est un hétérotétramère composé de deux sous-unités catalytiques et de deux sous-unités de régulation (figure 3.4). Les sous-unités catalytiques hébergent le site actif de la phosphorylation des protéines (et se lient à l’ATP et au substrat), ainsi qu’un domaine de liaison de la sous-unité de régulation. Les sous-unités de régulation possèdent un domaine auto-inhibiteur (qui agit comme un substrat analogique pour se lier à l’activité kinase de la sous-unité catalytique, et inhiber celle-ci), ainsi qu’un domaine de liaison de l’AMPc et un domaine de dimérisation. Les sous-unités de régulation existent sous différents isoformes, et la dimérisation peut être covalente par l’entremise de ponts disulfures ou non covalente.
En l’absence (ou en raison d’une faible concentration) d’AMPc, le dimère de la sous-unité de régulation est associé aux sous-unités catalytiques de la PKA, qui maintiennent les protéines dans une conformation inactive. En présence d’AMPc (ou de concentrations croissantes), l’AMPc se lie aux sous-unités de régulation du domaine de liaison de l’AMPc, entraînant une modulation allostérique et la dissociation des sous-unités catalytiques. Les sous-unités catalytiques de la PKA qui sont libres peuvent maintenant se lier et phosphoryler les cibles de la cellule en aval.
a. Sérine
b. Thréonine
c. Tyrosine
d. a et b
La PKA est une sérine/thréonine kinase. Cependant, la PKA se situe souvent dans la membrane cellulaire en raison de son association à une protéine d’échafaudage, la protéine kinase A d’ancrage (AKAP) (figure 3.5) (Welsh et coll., 2023). Dans certains cas, cela introduit une couche de ciblage spatial pour la kinase et un autre mécanisme de régulation.
L’adénylcyclase entraîne une augmentation de la production d’AMPc, qui (comme nous l’avons décrit ci-dessus) active la PKA. Il se peut que les sous-unités catalytiques de la PKA ne soient plus ancrées à la membrane (si elles ne sont pas associées aux protéines d’ancrage lipidiques) et qu’elles puissent se diffuser dans d’autres régions de la cellule. Cela comprend la capacité d’entrer dans le noyau et de réguler l’expression génique. À l’intérieur du noyau, la PKA phosphoryle une sérine sur différents facteurs de transcription tels que la protéine se liant au CRE (CREB) (figure 3.5). La CREB peut se lier à une autre protéine CBP (protéine se liant au CREB) et le complexe CREB/CBP se lie au CRE (élément de réponse à l’AMPc), une séquence d’ADN qui flanque les gènes sous son contrôle, y compris les neuropeptides (p. ex., somatostatine, enképhaline), la tyrosine-hydroxylase et les autres protéines impliquées dans les rythmes circadiens (Montminy et coll., 1990).
Il s’agit de protéines en aval de la voie modifiée par le signal. Par exemple, un RCPG n’est généralement pas une protéine effectrice, mais l’adénylcyclase en est une. L’adénylcyclase exécute l’activité en aval et réalise l’« effet » du signal original (événement de liaison au ligand).
Il existe une variété de sous-unités α responsables de différentes réactions physiologiques. Par exemple, les protéines αs (aussi appelées Gαs) stimulent l’enzyme adénylcyclase. Inversement, la sous-unité α de la protéine G inhibitrice (αi ou Gαi) se lie à l’enzyme adénylcyclase, et inhibe celle-ci.
À l’instar de l’adrénorécepteur β (où l’adrénaline active le RCPG), différents ligands (comme l’hormone angiotensine II) se lient et activent différents types de RCPG (comme l’AT1 ou l’AT2). Comme nous l’avons déjà décrit, au moment de la liaison, de l’activation et de l’échange de la GTP par le RCPG, la sous-unité α de la protéine G liée à la GTP se dissocie du complexe βγ. La sous-unité Gα se lie et active l’enzyme PLC ou phospholipase C (la protéine effectrice). La PLC divise la phosphatidylinositol 4,5-bisphosphate (PIP2 ou PI[4,5] P2) en principaux produits, le diacylglycérol (DAG) et l’inositol 1,4,5-trisphosphate (IP3) (Kadamur et Ross, 2013).
Le destin de ces deux produits a des effets importants sur la cellule. L’IP3 se lie aux canaux calciques de libération Ca2+ sensible à l’IP3 sur la membrane du réticulum endoplasmique (RE), ce qui en entraîne l’ouverture Le Ca2+ emmagasiné dans le RE est libéré dans le cytosol et peut se lier à un certain nombre de protéines cibles, dont la protéine kinase C (PKC).
Le DAG est un autre produit découlant de l’action enzymatique de la PLC. Le DAG est intégré dans le feuillet valvulaire interne de la membrane cellulaire. Le DAG active la PKC, qui phosphoryle diverses cibles sur les résidus de la sérine et de la thréonine. La PKC liée au Ca2+ est capable de fonctionner avec le DAG par l’intermédiaire de son domaine de liaison au DAG (figure 3.6).
Souvenez-vous que la structure de la membrane cellulaire est une bicouche lipidique composée d’une membrane ou d’un feuillet valvulaire intérieur et extérieur. Le PIP2 se trouve sur le feuillet valvulaire de la membrane intérieure.
a. L’IP3
b. Le DAG
c. a et b
L’IP3 et le DAG sont des exemples de seconds messagers, dont la concentration cellulaire augmente en réaction à l’activation de la voie de signalisation du RCPG.
Cela signifie simplement que les voies de signalisation sont souvent introduites sous forme de voies linéaires qui fonctionnent à la fois de façon séquentielle et isolée. Toutefois, c’est rarement le cas et les voies de signalisation sont souvent interconnectées et entraînent une régulation à la hausse et une régulation à la baisse complexes de nombreuses protéines différentes (p. ex., figure 3.7). L’activité d’une seule cible est souvent régie par l’action consensuelle de nombreuses protéines effectrices différentes. Il existe des activateurs, des inhibiteurs, des chaperons et d’autres protéines qui agissent à titre de régulateurs à différents moments à chacune des étapes biochimiques. Cela procure un degré élevé de régulation afin de contrôler précisément le résultat physiologique provenant de la voie.
Le symbole P majuscule indique que la protéine est phosphorylée.
a. L’Akt phosphoryle la protéine Bad qui en entraîne l’inhibition.
b. L’Akt inhibe le gène Bad.
c. L’Akt phosphoryle la protéine Bad, ce qui entraîne l’activation de la Bad.
d. L’Akt active le gène Bad.
Une tête de flèche émoussée indique que l’Akt phosphorylé inhibe la protéine Bad, alors qu’une tête de flèche normale indique que la réaction se déroule normalement. L’Akt phosphoryle la protéine Bad, ce qui en entraîne l’inhibition.
a. L’Akt phosphoryle la protéine IKKα, l’inhibant par le fait même.
b. L’Akt inhibe le gène IKKα (gène CHUK).
c. L’Akt phosphoryle la protéine IKKα, l’activant par le fait même.
d. L’Akt active le gène IKKα (gène CHUK).
La flèche indique que l’Akt phosphoryle la protéine IKKα, activant ainsi cette dernière.
Les RTK et les RCPG participent à la régulation de la voie PI3K/Akt. Pour les deux récepteurs, le ligand apparenté peut se lier et induire un changement conformationnel qui aura des répercussions et qui convergera sur les kinases en aval, notamment la PI3K. Dans le cas des RCPG, il activera la PI3K, tandis qu’une cascade de kinases finira par entraîner l’activation de la PI3K dans les RTK.
La phosphorylation de la PI3K entraîne la formation de PIP3. Le PIP3 se lie aux protéines, y compris l’Akt (PKB) et la PDK1. L’Akt des kinases sérine et thréonine phosphoryle un certain nombre de cibles en aval, ce qui en entraîne l’activation ou l’inhibition. Cette action a une incidence sur une pléthore de processus cellulaires. L’Akt phosphoryle un éventail de protéines, comme le promoteur mort associé à Bcl-2 (Bad), les facteurs de transcription FOXO (ou tout simplement FOXO), la protéine Checkpoint kinase 1 (CHK1), le p21, le p27 et le glycogène synthase kinase 3 (GSK3), les inhibant par le fait même (figure 3.7). L’Akt phosphoryle également la protéine, la sclérose tubéreuse de Bourneville du gène TSC2 (ou tout simplement TSC2), ce qui en entraîne l’inhibition, permettant ainsi l’activation du mTORC1. Inversement, la phosphorylation de l’Akt active la IκBα kinase α (IKKα) et la murine double minute-2 (MDM2).
Le phosphatase PTEN élimine les groupes de phosphate du PIP3 pour former le PIP2.
a. Augmentation
b. Diminution
c. Aucune incidence sur les niveaux de phosphorylation
Le bisperoxovanadium est un inhibiteur du PTEN (Schmid et coll., 2004) qui bloquerait l’activité du phosphatase de la protéine. On prévoit que les niveaux de phosphorylation augmenteraient.
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Les récepteurs nucléaires sont des facteurs de transcription qui jouent un rôle dans l’expression génique influençant des processus comme le métabolisme, la prolifération, l’équilibre électrolytique, la reproduction et l’inflammation (Lavery et McEwan, 2005; Mazaira G. I., 2018). En raison du rôle important qu’ils jouent dans un certain nombre d’activités physiologiques, les récepteurs nucléaires sont également la cible de la thérapeutique. Cette unité vise à décrire le mécanisme d’action des récepteurs nucléaires dans les voies de signalisation. Les aspects structurels et fonctionnels des récepteurs nucléaires seront décrits.
À la fin de ce chapitre, vous pourrez :
a. Ils possèdent des groupes aromatiques
b. Leur composition est principalement hydrophile
c. Leur composition est principalement hydrophobe
d. Options a et b
e. Options a et c
Les ligands qui ciblent les récepteurs nucléaires sont différents de ceux qui ciblent les récepteurs couplés aux enzymes ou les récepteurs couplés aux protéines G (abordés précédemment). Cela s’explique principalement par le fait que ces ligands sont relativement lipophiles et sont capables de traverser passivement la membrane cellulaire et de pénétrer dans le cytosol pour produire leurs effets. Les ligands des récepteurs couplés à des enzymes ou les RCPG sont soit trop gros, soit trop polaires et ne peuvent pas traverser la membrane cellulaire.
Par exemple, la testostérone est un ligand hormonal pour le récepteur nucléaire des androgènes. La testostérone se compose d’un anneau cyclopentanoperhydrophénanthrène (qui est le même noyau stéroïdien que le stérol commun, le cholestérol) (figure 4.1). La structure globale est relativement non polaire, à l’exception de deux atomes d’oxygène terminaux qui se situent à chaque extrémité de la molécule. Cela facilite la liaison de la testostérone à son récepteur nucléaire correspondant, car la pochette de liaison est relativement hydrophobe, à l’exception des chaînes latérales d’Arg752 et de Thr877, qui interagissent respectivement par liaison hydrogène avec les groupes fonctionnels carbonyle et hydroxyle de la testostérone (de Jésus-Tran et coll., 2006).
a. Les ligands des récepteurs nucléaires agissent de manière similaire à ceux des récepteurs-enzymes en se liant dans la région extracellulaire et en produisant leurs effets.
b. Les ligands des récepteurs nucléaires traversent la bicouche lipidique de la membrane cellulaire et se lient aux molécules réceptrices pour former un complexe ligand-récepteur, après avoir pénétré dans le noyau.
Comme nous l’avons mentionné précédemment, les ligands qui activent les récepteurs nucléaires sont capables de traverser passivement la membrane cellulaire en raison de leur nature lipophile. Les récepteurs nucléaires se distinguent des autres récepteurs dans la mesure où ce sont des protéines intracellulaires (qui ne sont pas intégrées à la membrane cellulaire). On les appelle également « facteurs de transcription », car ils se lient à l’ADN et facilitent directement la transcription au moment de la liaison du ligand. En fait, les récepteurs nucléaires représentent la plus grande famille de facteurs de transcription eucaryotes (Mazaira G. I., 2018).
Il existe 48 récepteurs nucléaires répertoriés chez les êtres humains (Weikum et coll., 2018). Au cours des 50 dernières années, ces récepteurs ont été classés en différentes catégories en fonction de leur identification historique, de la similarité de leur séquence, de leur réponse au substrat du ligand, de leur dimérisation et de leurs éléments de liaison à l’ADN. Par exemple, les récepteurs nucléaires ont initialement été classés en trois types différents (récepteurs endocriniens, récepteurs orphelins et récepteurs orphelins adoptés), et il existe également des classifications fondées sur la similarité des séquences qui ont conduit à la création de six sous-familles (Laudet, 1997).
Habituellement, la classification la plus simple répertorie deux types de récepteurs nucléaires, appelés récepteurs de type I et de type II. Les récepteurs de type I sont situés dans le cytoplasme et transitent vers le noyau après la liaison de l’hormone. Les récepteurs des androgènes, de la progestérone et des glucocorticoïdes sont des exemples de récepteurs de type I. Les récepteurs de type II se trouvent dans le noyau et sont liés à l’ADN même en l’absence de ligand. Les récepteurs activés par les proliférateurs de peroxysomes (PPAR) et les récepteurs de l’acide rétinoïque (RAR) sont des exemples de récepteurs de type II.
Différentes nomenclatures ont été utilisées pour désigner les récepteurs nucléaires. Dans le cas le plus générique, tous les récepteurs nucléaires contiennent une région de liaison à l’ADN et une région de liaison au ligand. Selon la séquence, les récepteurs nucléaires sont également désignés par les régions A à F (figure 4.2). Ces régions contiennent des domaines spécifiques qui jouent un rôle important sur le plan de l’activité. La région A/B, située à l’extrémité N-terminale, est très peu structurée et contient la fonction d’activation 1 (AF-1). La région C contient un domaine de liaison à l’ADN (DBD) qui joue un rôle important pour lier des séquences spécifiques de l’ADN et amorcer la transcription. La région D sert de boucle de connexion entre le DBD et la région E/F et est parfois appelée région charnière. La région E/F est située à l’extrémité C-terminale et abrite le domaine de liaison au ligand ainsi que le motif de la fonction d’activation 2 (AF-2).
Les DBD permettent aux récepteurs nucléaires de se lier à l’ADN dans des régions spécifiques appelées éléments de réponse. Le DBD contient également deux motifs en doigts de zinc. En plus des différents domaines, les récepteurs nucléaires possèdent différents signaux de localisation nucléaire (NLS) identifiés dans le domaine D (région charnière), qui facilitent la localisation cellulaire dans le noyau (Weikum et coll., 2018).
Les ligands se lient à l’extrémité C-terminale des récepteurs nucléaires dans la région E/F ou le domaine de liaison du ligand (LBD). Cette liaison déclenche des changements conformationnels spécifiques dans l’ensemble du domaine de liaison du ligand. Plus précisément, ce domaine se compose de 12 hélices α et d’une pochette non polaire permettant la liaison du ligand (figure 4.2). La dernière hélice (H12) est repositionnée de manière à créer une structure plus condensée et une pochette de surface qui permet des interactions avec la région A/B ainsi qu’avec d’autres protéines corégulatrices. Cela favorise également la dimérisation du récepteur nucléaire, ce qui renforce encore davantage l’activation du récepteur.
Pour les récepteurs de type I, la liaison du ligand se produit (dans le domaine de liaison du ligand) dans le cytosol après la diffusion de l’hormone à travers la membrane cellulaire. L’événement de liaison déclenche des changements conformationnels qui entraînent la dissociation des protéines stabilisatrices comme les protéines de choc thermique, ce qui permet également la dimérisation dans le cytosol. La dimérisation est facilitée par le DBD et le LBD. Les sites AF-1 et AF-2 se lient à d’autres protéines recrutées et qui permettent d’activer le récepteur nucléaire (p. ex., la famille des coactivateurs stéroïdiens Src/p160 – p160). Le complexe situé à l’intérieur du noyau se lie aux éléments de réponse des hormones pour amorcer la transcription (figure 4.3) (Feng et He, 2019).
Les récepteurs de type II suivent une voie similaire, sauf que le récepteur nucléaire est toujours lié à l’ADN et forme généralement un complexe avec une protéine corépressive (Sever et Glass, 2013). La liaison du ligand (p. ex., une hormone) libère le corépresseur et active l’assemblage d’un coactivateur et de l’ARN polymérase, ce qui conduit finalement à la transcription des protéines cibles.
Imaginons une situation hypothétique dans laquelle un récepteur nucléaire présente différentes valeurs de Kd (constante de dissociation) pour différents ligands.
a. Kd = 0,5 nmol
b. Kd = 5 nmol
c. Kd = 50 nmol
La réaction d’une protéine (ou d’un récepteur) avec un ligand est exprimée par l’équation : P + L ↔ P-L.
La constante d’association (Ka) peut être exprimée quantitativement comme étant la concentration des produits divisée par la concentration des substrats. Cependant, les unités de cette réaction s’expriment en m-1, ce qui est difficile à comparer intuitivement. C’est pourquoi les constantes de dissociation sont couramment utilisées pour décrire les différentes réactions et fournir une valeur qui peut être facilement interprétée. La valeur de Kd représente la concentration requise pour que la moitié du récepteur ou de la protéine soit saturée. Par conséquent, une valeur de Kd inférieure correspond à un composé plus puissant, puisqu’une concentration plus faible est nécessaire pour interagir avec la cible. Fait important à noter, la constante de dissociation est l’inverse de la constante d’association. Ainsi, dans l’exemple ci-dessus, le substrat ayant une valeur de Kd = 0,5 nmol représente la plus grande affinité. Il importe de préciser que les différents substrats ou ligands peuvent avoir différentes valeurs de Kd pour différents récepteurs. Par exemple, l’estriol (un analogue de l’œstrogène) a une valeur de Kd environ deux fois moins élevée pour le récepteur d’œstrogène alpha que pour le récepteur d’œstrogène bêta (Dahlman-Wright et coll., 2003).
a. Microtubules
b. Microfilaments
c. Filaments intermédiaires
Les complexes ligand-récepteur nucléaire cytosoliques sont acheminés vers les pores nucléaires à l’aide des microtubules, qui constituent la principale voie de circulation (Gomperts et coll., 2009).
Nous avons décrit différents types de récepteurs nucléaires. Dans la majorité de ces scénarios, le ligand et le récepteur ont été définis (p. ex., le cortisol, un stéroïde, se lie au récepteur des glucocorticoïdes). Cependant, il existe des récepteurs nucléaires dont le ligand demeure inconnu. Ces récepteurs nucléaires sont caractérisés comme étant des récepteurs orphelins, mais ils peuvent tout de même avoir une incidence sur les processus de transcription, en les activant ou en les réprimant (Gomperts et coll., 2009). Si le ligand est découvert ultérieurement, ces récepteurs sont mis à jour et deviennent des « récepteurs orphelins adoptés » (Li et coll., 2003). Par exemple, les récepteurs PPAR (alpha, gamma et delta) sont tous considérés comme étant des récepteurs orphelins adoptés puisqu’ils ont été initialement désignés comme des protéines critiques dans le métabolisme cellulaire. On a constaté qu’ils répondent à un certain nombre de substrats (p. ex., PPARα est activé par les acides gras libres) et qu’ils ont des effets pharmacologiques importants pour un certain nombre de maladies comme l’hyperlipidémie et le diabète.
Il a été démontré que les kinases phosphorylent les récepteurs nucléaires et modifient leur activité. Par exemple, la PKA et la MAPK peuvent phosphoryler les récepteurs nucléaires, ce qui démontre la diaphonie entre différentes voies biochimiques (Adams et coll., 1997; Tzagarakis-Foster et Privalsky, 1998). Bien que de nombreux sites différents aient été désignés comme cibles de la phosphorylation dans tous les domaines des récepteurs nucléaires, les résidus de sérine présents dans le domaine A/B sont des cibles communes.
La phosphorylation peut avoir pour effet de favoriser ou de réprimer la transcription. Dans une situation où la phosphorylation permet la liaison des coactivateurs, la transcription serait régulée à la hausse. Cependant, la transcription serait inhibée si la phosphorylation empêche la dimérisation du récepteur (Dongsheng Chen Paul E. Pace et Ali, 1999). Par exemple, la phosphorylation de l’adrénorécepteur par la PKA favorise l’activation dépendante et indépendante du ligand, tandis que la phosphorylation du récepteur alpha des œstrogènes par la PKA peut réduire la dimérisation et la liaison à l’ADN. Toutefois, la phosphorylation de différents sites du récepteur alpha des œstrogènes par d’autres kinases (comme la MAPK) peut favoriser l’activation. Par conséquent, les effets de la phosphorylation de l’activité des récepteurs nucléaires sont complexes et difficiles à prévoir.
Les récepteurs nucléaires se distinguent des autres types de récepteurs par de multiples caractéristiques. Voici quelques-uns des points clés :
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Image de couverture (PDB ID: 6MBW – Structure du facteur de transcription, Source : De Araujo et coll., Jmol: an open-source Java viewer for chemical structures in 3D, 2019, http://www.jmol.org/).
Fig. 1.1 (Structures des acides aminés, sérine, thréonine et tyrosine. Source : NEUROtiker, Public Domain).
Fig. 1.2 (Figure 1. Source : Seok, 2021, licence CC BY).
Fig. 1.3 (Figure 1. Source : Harwood et coll., 2021, licence CC BY).
Fig. 2.1 (Structure de l’ATP. Source : NEUROtiker, domaine public).
Fig. 2.2 (Molécule du mois : Facteur de croissance épidermique. Source : David S. Goodsell et la RCSB PDB, 2010, licence CC BY 4.0).
Fig. 2.3 (Molécule du mois : Récepteur de l’insuline. Source : David S. Goodsell et la RCSB PDB, 2015, licence CC BY 4.0).
Fig. 2.4 (Molécule du mois : Récepteur de l’insuline. Source : David S. Goodsell et la RCSB PDB, 2015, licence CC BY 4.0).
Fig. 2.5 (Figure 4. Source : Sayem et coll., 2018, licence CC BY 4.0).
Fig. 2.6 (Un interrupteur de lumière blanche sur un mur blanc. Source : Tara Winstead, de Pexels, licence domaine public).
Fig. 2.7 (Figure 1. Source : Meister et coll., 2013, licence CC BY 4.0).
Fig. 2.8 (Figure 1. Source : Osaki et Gama, 2013, licence CC BY 4.0).
Fig. 2.9 (Molécule du mois : Protéines kinases RAF. Source : David S. Goodsell et la RCSB PDB, 2016, licence CC BY 4.0).
Fig. 2.10 (Figure 1. Source : Moon et coll., 2021, licence CC BY 4.0).
Fig. 2.11 (Figure 1. Source : Erdogan et coll., 2022, licence CC BY 4.0).
Fig. 2.12 (Figure 1. Source : Gungor et coll., 2022, licence CC BY 4.0).
Fig. 2.13 (Molécule du mois : Systèmes à deux composants. Source : David S. Goodsell et la RCSB PDB, 2015, licence CC BY 4.0).
Fig. 2.14 (Figure 2. Source : Bhagirath et coll., 2019, licence CC BY 4.0).
Fig. 2.15 (Structure de la GMPc. Source : NEUROtiker, domaine public).
Fig. 3.1 (Molécule du mois : Adrénorécepteurs. Source : David S. Goodsell et la RCSB PDB, 2008, licence CC BY 4.0).
Fig. 3.2 (5′-Guanylyl imidodiphosphate. Source : Yikrazuul, domaine public).
Fig. 3.3 (Molécule du mois : protéines G. Source : David S. Goodsell et la RCSB PDB, 2004, licence CC BY 4.0).
Fig. 3.4 (Figure 2. Source : Seok, 2021, licence CC BY).
Fig. 3.5 (Figure 1. Source : Welsh et coll., 2023, licence CC BY).
Fig. 3.6 (Figure 1. Source : Boczek et coll., 2021, licence CC BY).
Fig. 3.7 (Figure 2. Source : Glaviano et coll., 2023, licence CC BY).
Fig. 4.1 (Structure de la testostérone. Source : NEUROtiker, domaine public).
Fig. 4.2 (Organisation structurelle des récepteurs nucléaires. Source : Boghog2, domaine public).
Fig. 4.3 (Figure 1. Source : Feng et He, 2019, licence CC BY).
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Cette ressource suit les lignes directrices de Appendix A: Checklist for Accessibility de la ressource Accessibility Toolkit – 2nd Edition.
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Ce projet a été financé par le gouvernement de l’Ontario.
Les opinions exprimées dans cette publication sont celles de l’auteure et ne reflètent pas nécessairement celles du gouvernement de l’Ontario ou du Consortium ontarien pour l’apprentissage en ligne.